詳述磷酸酶抑制劑使用方法

 使用方法：

1. 常用篩選濃度

注意：用來篩選穩轉株的工作濃度需要根據細胞類型，培養基，生長條件和細胞代謝率而變化，推薦使用濃度為50-1000μg/mL。對于第一次使用的實驗體系建議通過建立殺滅曲線（kill curve），即劑量反應性曲線，來確定最佳篩選濃度。

一般而言，哺乳動物細胞50-500μg/mL；細菌/植物細胞20-200μg/mL；真菌300-1000μg/mL。

2. 殺滅曲線的建立

注意：為了篩選得到穩定表達目的蛋白的細胞株，需要確定能夠殺死未轉染宿主細胞的抗生素濃度，可通過建立殺滅曲線（劑量反應曲線）來實現，至少選擇5個濃度。

1） 第一天：未轉化的細胞按照20-25%的細胞密度鋪在合適的培養板上，37℃，CO2培養過夜；注：對于需要更高密度來檢測活力的細胞，可增加接種量。

2） 根據細胞類型，設定合適范圍內的濃度梯度。以哺乳動物細胞為例，可設定50，100，250，500，750，1000μg/mL。先用去離子水或者PBS buffer按照1:10的比例將母液稀釋到5 mg/ml，然后按照下表稀釋到相應濃度的工作液。

3） 第二天：替換舊的培養基，換用新鮮配制的含有相應濃度藥物的培養基。每個濃度做三個平行孔。

4） 接下來每3-4天更換新的含藥物培養基。

5） 按照固定的周期（如每2天）進行活細胞計數來確定阻止未轉染細胞生長的恰當濃度。選擇在理想的天數（通常是7-10天）內能夠殺死絕大多數細胞的濃度為穩定轉染細胞篩選用的工作濃度。

3. 穩定轉染細胞的篩選

1） 轉染48h后，用含有適當濃度的潮霉素B篩選培養基來傳代細胞（直接傳代或者稀釋后傳代）。

注意：細胞處于活躍分裂狀態時抗生素的殺傷。則當細胞過于稠密，其效率會降低。為了得到較好的篩選效果，最好將細胞稀釋至豐度不超過25%

2） 每隔3-4天更換含有藥物的篩選培養液。

3） 篩選7天后觀察并評估細胞克隆（集落）的形成情況。集落的形成可能還需要一周或者更多的時間，這取決于宿主細胞類型，轉染，以及篩選效果。

4） 挑取并轉移5-10個抗性克隆于35mm細胞培養板，繼續用含藥物的篩選培養液維持培養7天。

5） 之后更換正常培養基培養即可。